Кириенко Анна Николаевна - канд. биол. наук.
Санкт-Петербург
Anna N. Kirienko
Saint-Petersburg
Мотыко Екатерина Вадимовна - канд. биол. наук
Санкт-Петербург
Ekaterina V. Motyko
Saint-Petersburg
Ефремова Елизавета Викторовна
Санкт-Петербург
Elizaveta V. Efremova
Saint-Petersburg
Кустова Дарья Владимировна
Санкт-Петербург
Daria V. Kustova
Saint-Petersburg
Герт Татьяна Николаевна
Санкт-Петербург
Tatyana N. Gert
Saint-Petersburg
Леппянен Ирина Викторовна - канд. биол. наук
Санкт-Петербург
Irina V. Leppyanen
Saint-Petersburg
Шуваев Василий Анатольевич - д-р мед. наук
Москва; Обнинск
Vasily A. Shuvaev
Moscow; Obninsk
Мартынкевич Ирина Степановна - д-р мед. наук
Санкт-Петербург
Irina S. Martynkevich
Saint-Petersburg
Введение. Определение драйверных мутаций в генах JAK2, CALR и MPL является «золотым стандартом» в молекулярной диагностике пациентов с Ph-МПН. Однако геномный ландшафт таких пациентов гетерогенен, и стандартные молекулярно-генетические методы не позволяют выявить большинство соматических мутаций и тем самым не дают полного представления об особенностях течения и прогнозе Ph-МПН, а также не позволяют подтвердить клональность заболевания у больных с тройным негативным статусом. Метод секвенирования следующего поколения (NGS) дает возможность одновременно провести анализ обширной панели генов и выявить как патогенные, так и драйверные мутации.
Цель. Оценка возможности использования NGS в изучении мутационного статуса пациентов с Ph-негативными МПН и анализ влияния выявленных патогенных мутаций на выживаемость пациентов.
Материалы и методы. В исследование были включены 83 пациента с диагнозами «истинная полицитемия», «эссенциальная тромбоцитемия» и «первичный миелофиброз» в возрасте от 19 до 85 лет (медиана начала заболевания — 51 год). У всех пациентов секвенирование выполнялось с использованием миелоидной панели из 118 генов со средней глубиной прочтения 1000х на приборе MiSeq (Illumina, США). Клиническая значимость мутаций устанавливалась по базам данных COSMIC и Franklin. Для анализа выживаемости использовали метод Каплана — Мейера с оценкой статистической значимости с помощью теста Кокса — Мантела с использованием программы GraphPad Prism 8.
Результаты. Патогенные мутации в 23 генах были выявлены у 39 (46%) пациентов из общего числа больных. Наиболее часто, у 25% пациентов, мутации детектировали в гене ASXL1; они снижали бессобытийную выживаемость на 50,3% (Me = 7,83 года против 15,75 года). Выявленные патогенные мутации в других генах сочетанно с мутациями в драйверных генах также ухудшали показатели бессобытийной выживаемости по сравнению с показателями пациентов, имевших изолированные драйверные мутации. Две и более патогенные мутации значимо снижали бессобытийную выживаемость по сравнению с пациентами с одной патогенной мутацией. Методом NGS также удалось выявить патогенные мутации у 8 из 10 исследуемых пациентов с тринегативным статусом и таким образом подтвердить клональность заболевания.
Выводы. Метод секвенирования следующего поколения (NGS) с использованием панели из 118 генов является эффективным инструментом в выявлении прогностически значимых мутаций, важных для подбора наиболее эффективной персонализированной терапии, позволяющей достигать гематологического ответа.
Introduction. The identification of driver mutations in the JAK2, CALR, and MPL genes is a gold standard approach in the molecular diagnosis of patients with Ph-negative myeloproliferative neoplasms (Ph-MPNs). However, such patients are characterized by a heterogenous genomic landscape. Standard molecular genetic methods cannot be used to identify most somatic mutations, thus failing to provide a comprehensive understanding of the course and prognosis of Ph-MPNs and to confirm the clonality of the disease in patients with triple-negative status. The next generation sequencing (NGS) technology allows simultaneous analysis of an extensive panel of genes and identification of both pathogenic and driver mutations.
Aim. To evaluate the possibility of using NGS to study the mutational status of patients with Ph-negative MPNs and to analyze the effect of identified pathogenic mutations on patient survival.
Materials and methods. The study included 83 patients with polycythemia vera, essential thrombocythemia, and primary myelofibrosis aged from 19 to 85 years (the median onset age of 51 years). For all patients, sequencing was performed using a myeloid panel of 118 genes with an average reading depth of 1000x on MiSeq (Illumina, USA). The clinical significance of the mutations was determined using the COSMIC and Franklin databases. The survival rate was analyzed using the Kaplan–Meyer method followed by assessment of statistical significance using the Cox-Mantel test in the GraphPad Prism 8 environment.
Results. Pathogenic mutations in 23 genes were detected in 39 (46%) patients out of the total cohort of patients. The most frequent mutations were detected in the ASXL1 gene in 25% of patients, which reduced event-free survival by 50.3% (Me = 7.83 years vs 15.75 years). The pathogenic mutations identified in other genes combined with mutations in driver genes also decreased event-free survival compared to patients with isolated driver mutations. Two or more pathogenic mutations significantly reduced event-free survival compared to patients with only one pathogenic mutation. The NGS method was also capable of identifying pathogenic mutations in 8 out of 10 triple-negative patients studied, thus confirming the clonality of the disease.
Conclusions. The next-generation sequencing (NGS) method using a panel of 118 genes is an effective tool in identifying predictively significant mutations important for selecting the most effective personalized therapy to achieve hematologic response.
The authors declare that there are no conflicts of interest present.