Индапамид (ИПМ), представляющий собой сульфаниламидное производное индольного ряда, рассматривается как одно из наиболее эффективных диуретических средств, применяемых при артериальной гипертензии и застойной сердечной недостаточности1.

ИПМ, структура которого приведена на рисунке 1, является галогенсодержащим соединением с брутто-формулой C16H16ClN3O3S (m/z [М-Н]- 364,05).

Применение ИПМ может сопровождаться рядом побочных эффектов, среди которых отмечены реакции гиперчувствительности: сыпь и фоточувствительность [2–4].

Возникновение идиосинкразических реакций на чужеродные для организма химические соединения (ксенобиотики) во многом определяется их метаболической биотрансформацией2. В этом плане ИПМ, который активно метаболизирует в организме человека, представляется интересным объектом для углубленного изучения продуктов его биотрансформации, идентификация которых может быть весьма полезной для отслеживания механизмов возникновения кожных реакций и иных проявлений индивидуальной непереносимости лекарственных препаратов и ксенобиотиков.

Процессы превращений ксенобиотиков в организме подразделяются на три основные фазы. Первая — химическая трансформация под действием окислительно-восстановительных или гидролитических ферментов с образованием первичных метаболитов, как правило, обогащенных полярными функциональными группами. Это повышает гидрофильность молекул, благодаря чему они эффективнее выводятся из организма [5]. В ходе второй фазы первичные метаболиты могут вступать в реакции конъюгации с эндогенными молекулами, образуя стабильные (ковалентные) аддукты [6]. Во время третьей фазы продукты метаболизма выводятся из организма, что происходит обычно при участии транспортных белков [7].

Следует отметить, что наибольшую опасность для организма представляют короткоживущие метаболиты ксенобиотиков, так как они за счет своей высокой реакционной способности вступают в реакции с белками, нарушая тем самым их функциональную активность. Непосредственно детектировать реактивные метаболиты в организме непросто, однако возможно их косвенное определение через аддукты с биомолекулами. По сравнению со свободными метаболитами такие аддукты (конъюгаты) являются более информативными биомаркерами воздействия на организм экзогенного соединения в связи с более длительным пребыванием в организме [8]. Одним из важнейших конъюгирующих агентов в организме служит восстановленный глутатион (GSH) — трипептид, имеющий ключевое значение для защиты клеток от токсического повреждения ксенобиотиками [9]. В процессе метаболизма ксенобиотиков GSH реагирует с такими субстратами, как эпоксиды, галогениды, активные непредельные соединения, после чего образующиеся аддукты выводятся из организма с желчью или мочой [10]. В связи с этим GSH используют в модельных экспериментах в качестве низкомолекулярной ловушки для выявления реакционноспособных продуктов метаболизма ксенобиотиков. Такие исследования являются важным этапом фармацевтической разработки, поскольку позволяют предсказать токсичность и оценить безопасность потенциального лекарственного препарата [11].

Традиционно для моделирования метаболизма ксенобиотиков применяют биохимические методы с использованием клеток или субклеточных фракций. К последним относятся микросомы печени, содержащие ферменты первой фазы метаболизма (цитохром Р450), цитозоль, обогащенную ферментами второй фазы (трансферазами), или фракцию S9, содержащую полный набор метаболических ферментов I и II фаз биотрансформации ксенобиотиков [5][12][13]. Однако биохимические методы имеют ряд недостатков, среди которых можно отметить низкую производительность, высокую трудозатратность, сложность выделения индивидуальных метаболитов из биологических матриц и другие.

В связи с этим в последнее время активно развиваются альтернативные подходы к моделированию метаболизма на основе неферментативных инструментальных методов, не требующих использования биологических матриц, что позволяет существенно сократить время и затраты на исследование [14]. Чаще всего для этого используют такие методы, как электрохимическое окисление (ЭХО) [15] или фотокаталитическое окисление (ФКО) [16].

В методе ЭХО окисление ксенобиотиков проводят в электрохимическом реакторе, где окислителем выступают активные формы кислорода [17][18]. Сопряжение электрохимической ячейки с масс-спектрометром [19] или хромато-масс-спектрометром [20] позволяет регистрировать продукты ЭХО в режиме реального времени. Этот способ позволяет моделировать не только первую, но и вторую фазу метаболизма, если после ЭХО проводят обработку улавливающими агентами, такими как GSH или цистеин [21]. Как показано на примере N-деалкилирования имипрамина и диазепама в исследовании Shono T. et al. [22], применение ЭХО обеспечивает больший выход метаболитов по сравнению с микросомальной фракцией.

В другом методе моделирования метаболизма ФКО, реакции окисления ксенобиотиков инициируются под действием светового излучения в присутствии катализаторов [23]. Диоксид титана (TiO2) является одним из наиболее активно используемых фотокатализаторов благодаря своим оптическим и фотохимическим свойствам, а также низкой стоимости [24]. Кроме того, в работе Ruokolainen M. et al. [25] было показано, что индуцированное ультрафиолетовым излучением фотокаталитическое окисление в суспензии диоксида титана (УФ/TiO2-ФКО) позволяет воспроизводить больше реакций первой фазы метаболизма, происходящих в микросомах печени человека, чем при использовании ЭХО или реакции Фентона.

Несмотря на развитие новых подходов к моделированию биотрансформации ксенобиотиков, исследование метаболизма в каждом новом случае, тем не менее представляет сложную и трудоемкую задачу. В связи с этим разработка более простой и эффективной методики получения и идентификации метаболитов ксенобиотиков является актуальной.

Цель исследования — разработка новой методики моделирования процессов биотрансформации ксенобиотиков in vitro для выявления потенциальных метаболитов индапамида.

При разработке методики ЭХО ИПМ опирались на данные, полученные в работе [26], с использованием аналогичной системы для ЭХО. В пробирку объемом 15 мл помещали 10 мг субстанции ИПМ (analytical standard; Merck, Германия) и добавляли 10 мл метанола (HPLC grade; Merck, Германия), после чего интенсивно перемешивали c помощью перемешивающего устройства типа «вортекс» BR-2000 Vortexer (Bio-Rad, США) до растворения субстанции. Для получения рабочего раствора ИПМ стоковый раствор (1 мг/мл в метаноле) разбавляли 75% (об./об.) водным ацетонитрилом (HPLC grade; Merck, Германия) с добавлением формиата аммония (10 мМ; рН 7,4; чистота 97%; Merck, Германия) до концентрации 50 мкг/мл.

Трехэлектродную электрохимическую ячейку μ-PrepCell™ (объем 0,7 мкл, слой электролита 50 мкм, рабочий электрод — Glassy carbon) в составе ROXY™ ЕС system (Antec, Нидерланды) предварительно промывали 5 мл дистиллированной воды с помощью автоматического шприцевого насоса Harvard (702212B, Harvard Apparatus, США) со скоростью потока 100 мкл/мин. После этого через ячейку пропускали 5 мл 50% (об./об.) водного раствора ацетонитрила со скоростью потока 100 мкл/мин.

Для проведения ЭХО через ячейку пропускали 100 мкл рабочего раствора ИПМ со скоростью 15 мкл/мин. Электролиз проводили при 37 °С и постоянном напряжении 2,4 В. Продукты окисления ИПМ собирали в микропробирку, раствор метаболитов разбавляли пятикратно деионизованной водой и помещали в виалы для последующего ВЭЖХ-МС/МС анализа.

При исследовании аддуктов с GSH (чистота >98%; Merck, Германия) раствор, прошедший через электрохимическую ячейку, собирали в пробирку, содержащую 100 мкл водного раствора GSH (1 мг/мл), и инкубировали в течение часа при температуре 37 °С. Затем полученную смесь с GSH разбавляли в 25 раз деионизованной водой и переносили в виалы для последующего анализа методом высокоэффективной жидкостной хроматографии с тандемной масс-спектрометрией (ВЭЖХ-МС/МС).

При разработке методики УФ/TiO2-ФКО ИПМ опирались на ранее предложенный подход, описанный в работе [27]. В пробирку объемом 1,5 мл помещали 10 мг субстанции ИПМ и добавляли 1 мл метанола, после чего интенсивно перемешивали c помощью перемешивающего устройства типа «вортекс» BR-2000 Vortexer до растворения субстанции. Для получения рабочего раствора стоковый раствор ИПМ (10 мг/мл в метаноле) разбавляли деионизованной водой до концентрации 1 мг/мл.

В микропробирку объемом 2 мл добавляли 10 мг наночастиц диоксида титана TiO2 (соотношение полиморфных модификаций анатаз: рутил = 80/20; «Плазмотерм», Россия) и 2 мл деионизованной воды. После чего помещали суспензию в ультразвуковую ванну на 10 мин. Полученную суспензию (5 мг/мл) использовали сразу после приготовления.

В микропробирку объемом 0,2 мл добавляли 12,5 мкл раствора ИПМ (1 мг/мл в 10% (об./об.) водном метаноле), 12,5 мкл суспензии TiO2 (5 мг/мл), 150 мкл деионизованной воды. Затем открытую микропробирку помещали в пластиковый держатель и накрывали изготовленной в лаборатории панелью для ультрафиолетового облучения (светодиоды BL-L522VC (λmax = 405 нм; Betlux Electronics, Китай), закрепленные на непроводящей подложке), выдерживали в течение 30 мин. При поиске аддуктов с GSH после завершения облучения к суспензии добавляли 5 мкл водного раствора GSH (5 мг/мл) и инкубировали в течение часа при температуре 37 °С.

Для очистки от TiO2 использовали центрифужные фильтры Costar® Spin-X® (размер пор — 0,22 мкм, нейлоновая мембрана; Corning, США). В фильтр добавляли 150 мкл суспензии с продуктами окисления ИПМ и 150 мкл деионизованной воды, после чего центрифугировали в течение 5 мин при 10 000 g с использованием центрифуги MiniSpin (Eppendorf, Германия). Фильтрат переносили в другую микропробирку, а к использованному фильтру добавляли 300 мкл ацетонитрила с 0,1% (об./об.) муравьиной кислотой (чистота 98%; Merck, Германия) и снова центрифугировали в течение 5 мин при 10 000 g. Данный фильтрат объединяли с полученным ранее и упаривали с помощью центрифужного испарителя SpeedVac (Eppendorf, Германия). К осадку добавляли 5% (об./об.) водный ацетонитрил c 0,1% (об./об.) муравьиной кислотой до итоговой концентрации GSH 20 мкг/мл, полученный раствор затем помещали в виалу для последующего ВЭЖХ-МС/МС анализа.

В качестве подложки использовали полированную МАЛДИ-мишень из нержавеющей стали. На поверхность ячеек МАЛДИ-мишени наносили по 2 мкл суспензии TiO2 (2 мг/мл) и высушивали при комнатной температуре.

На ячейки мишени, функционализированные TiO2, наносили:

Мишень с нанесенными образцами накрывали ранее описанной панелью для ультрафиолетового облучения и облучали в течение 30 мин. После завершения облучения отбирали по 1 мкл из каждой капли и переносили на соседнюю ячейку, после чего добавляли 1 мкл раствора (20 мг/мл в 80% (об./об.) водном ацетонитриле с 0,1% (об./об.) трифторуксусной кислотой (чистота 99%; Merck, Германия)) матрицы 2,5-дигироксибензойной кислоты (DHB; Bruker Daltonik GmbH, Германия). Мишень высушивали при комнатной температуре перед анализом методом МАЛДИ масс-спектрометрии.

Для проведения ВЭЖХ-МС/МС анализа использовали аналитическую систему, состоящую из жидкостного хроматографа Agilent 1290 Infinity (Agilent Technologies, США) и масс-спектрометра типа «ионная ловушка» AmaZon ETD (Bruker Daltonik GmbH, Германия) с источником ионов с ионизацией электрораспылением. Экспериментальные данные регистрировали и обрабатывали с помощью программного пакета DataAnalysis 5.0 (Bruker Daltonik GmbH, Германия).

Хроматографическое разделение осуществляли при следующих условиях: колонка — ZORBRAX Eclipse Plus C18 Rapid Resolution High Definition (2,1×150 мм, 1,8 мкм; Agilent Technologies, США); температура колонки 40 °C; скорость потока подвижной фазы 200 мкл/мин; объем вводимой пробы 5 мкл; фаза А — 0,1% (об./об.) водный раствор муравьиной кислоты; фаза Б — 0,1% (об./об.) раствор муравьиной кислоты в 90% (об./об.) водном ацетонитриле; режим элюирования — градиентный: 5% Б (0–2 мин), 5–60% Б (2–30 мин), 60% Б (30–31 мин), 60–5% Б (31–32 мин), 5% Б (32–37 мин).

Масс-спектрометрический анализ осуществляли при следующих условиях работы масс-спектрометра: напряжение на капилляре 4,5 кВ; давление небулайзера 2,2 бар; осушающий газ — азот; скорость потока осушающего газа 9 л/мин; температура осушающего газа 280 °С; режим работы — Auto MS/MS; режим сканирования — Auto MS/MS; диапазон m/z 100–1000; скользящая средняя — отключена; частота спектров 4 Гц; тип фрагментации — диссоциация, активированная соударениями; газ для соударений — гелий; число ионов-предшественников — 3; окно изоляции иона-предшественника — 3,5 m/z. Метаболиты ИПМ анализировали в режиме регистрации отрицательных ионов, а аддукты с GSH — в режиме регистрации положительных ионов. Калибровку масс-спектрометра проводили с использованием 1 мМ раствора формиата натрия (чистота 97%; Merck, Германия) в 90% (об./об.) водном изопропаноле (HPLC grade; Merck, Германия).

Масс-спектрометрический анализ реактивных метаболитов ИПМ и их аддуктов с GSH проводили с помощью тандемного времяпролетного масс-спектрометра UltrafleXtreme (Bruker Daltonik GmbH, Германия), оснащенного Nd:YAG лазером (λ = 355 нм), на базе ресурсного центра «Развитие молекулярных и клеточных технологий» Научного парка СПбГУ.

Регистрацию масс-спектров осуществляли в режиме рефлектрон с детектированием положительных ионов при следующих параметрах работы масс-спектрометра: диапазон m/z — 300–1100; напряжение на первом источнике 19,0 кВ; напряжение на втором источнике 16,8 кВ; напряжение на линзах 7,0 кВ; напряжение на первом отражателе 20,5 кВ; напряжение на втором отражателе 10,5 кВ; задержка импульсной экстракции ионов 90 нс. Для получения одного спектра было использовано 10 000 актов облучения образца лазером при мощности лазера 60% и частоте облучения 2000 Гц. Для регистрации и интерпретации масс-спектров были использованы программные продукты Flex Control и Flex Analysis (Bruker Daltonik GmbH, Германия).

Тандемный масс-спектрометрический анализ проводили в режиме индуцированной лазером диссоциации при следующих параметрах работы масс-спектрометра: окно селектора иона-предшественника 2 m/z; напряжение на первом источнике 7,6 кВ; напряжение на втором источнике 6,9 кВ; напряжение на линзах 3,5 кВ; напряжение на первом отражателе 29,4 кВ; напряжение на втором отражателе 14,1 кВ; LIFT 1 (19,0 кВ); LIFT 2 (3,2 кВ); задержка импульсной экстракции ионов 90 нс.

Калибровку масс-спектрометра осуществляли с использованием калибровочной смеси Peptide calibration standard II (Bruker Daltonik GmbH, Германия).

На первом этапе изучения метаболизма ИПМ было проведено сравнение двух наиболее распространенных неферментативных подходов для получения продуктов окисления ксенобиотиков in vitro: электрохимическое окисление (ЭХО) и УФ-индуцированное фотокаталитическое окисление в присутствии наночастиц диоксида титана (УФ/TiO2-ФКО). Согласно литературным данным [28] для ИПМ известно пять метаболитов (М1–М5), каждый из которых способен вступать в реакцию с GSH. Выбор GSH в качестве улавливающего агента обусловлен его важной ролью в метаболизме ксенобиотиков в организме человека (является одной из основных биомолекул, участвующих в связывании реактивных продуктов метаболизма ксенобиотиков), а также его способностью вступать в реакции конъюгации с молекулами, в составе которых есть группы хиноидного типа (присутствие таких групп характерно для ряда метаболитов ИПМ).

Схема проведения эксперимента с использованием ЭХО представлена на рисунке 2А.

Окисление осуществляли с использованием электрохимической системы Roxy Exceed, оснащенной электрохимическим реактором μ-PrepCell. Часть реакционной смеси затем отбирали для последующего анализа, остальное смешивали с раствором GSH и инкубировали в течение часа при 37 °С.

По результатам ВЭЖХ-МС/МС анализа было выявлено наличие 3 известных метаболитов ИПМ (M1, M4, M5), а также 2 метаболитов с m/z 381,93 (ПМ2) и m/z 429,96 (ПМ6), которые в литературе ранее описаны не были; соответствующие данные представлены на рисунке 3А. Кроме того, ВЭЖХ-МС/МС анализ инкубационной смеси продуктов окисления ИПМ и GSH позволил обнаружить 3 сигнала, которые по наличию изотопного распределения, характерного для соединений, содержащих в своем составе атом хлора, и результатам тандемного масс-спектрометрического анализа были отнесены к аддуктам GSH с 2 известными (M2, M4) и 1 необнаруженным (ПМ7) метаболитами ИПМ; соответствующие данные представлены на рисунке 3Б. Сведения об обнаруженных продуктах ЭХО ИПМ, а также аддуктах с GSH представлены в таблице 1.

Таким образом, метод ЭХО позволяет получать метаболиты ИПМ, однако обладает рядом недостатков:

Учитывая вышеперечисленное, констатировали, что моделирование метаболизма ксенобиотиков методом ЭХО является длительным и затратным.

На следующем этапе исследования нами были смоделированы процессы метаболизма ИПМ методом УФ/TiO2-ФКО. Схема проведения УФ/TiO2-ФКО приведена на рисунке 2Б. На первом этапе осуществлялось облучение УФ-излучением пробирки с инкубационной смесью (водная суспензия наночастиц TiO2, содержащая ИПМ), после завершения облучения в пробирку добавляли GSH и осуществляли процедуру конъюгации улавливающего агента с продуктами УФ/TiO2-ФКО ИПМ. Этапы окисления и конъюгации длятся в сумме 90 мин, как и в случае ЭХО. Однако преимуществом УФ/TiO2-ФКО является возможность параллельного проведения нескольких экспериментов, что значительно экономит время при подборе условий окисления. В целом по сравнению с ЭХО метод УФ/TiO2-ФКО является более экономичным с точки зрения расходов как реактивов, так и исследуемых веществ. Однако при этом для дальнейшего проведения ВЭЖХ-МС/МС анализа возникает необходимость проведения пробоподготовки, включающей удаление частиц диоксида титана во избежание их попадания в хроматографическую систему.

По результатам ВЭЖХ-МС/МС анализа продуктов УФ/TiO2-ФКО ИПМ (рис. 3В) было установлено образование 4 известных метаболитов ИПМ (M1, M2, М4, М5), а также 3 ранее не описанных метаболитов с m/z 408,00 (ПМ4), m/z 409,93 (ПМ5) и m/z 429,92 (ПМ6). Следует отметить, что метаболит М2, как и предполагаемые метаболиты ПМ4 и ПМ5, не был обнаружен при использовании метода ЭХО.

При анализе продуктов взаимодействия GSH с метаболитами ИПМ был зафиксирован только один сигнал, который по наличию характерного изотопного распределения и результатам тандемного масс-спектрометрического анализа был отнесен к аддукту GSH с потенциальным метаболитом ПM7 (рис. 3Г). ПM7-GSH стал единственным обнаруженным аддуктом, в то время как методом ЭХО было идентифицировано 3 аддукта.

Результаты, полученные методами ЭХО и УФ/TiO2-ФКО для ИПМ, в целом сопоставимы, но оба метода имеют ряд недостатков, которые делают их весьма трудоемкими и времязатратными. Можно сформулировать ряд сложностей, которые должны быть решены при разработке более производительной методики скрининга реактивных метаболитов ксенобиотиков:

Дальнейшая работа была направлена на разработку методики моделирования метаболизма ИПМ, в которой перечисленные недостатки были бы устранены или значительно уменьшены.

Среди методов определения метаболитов ксенобиотиков и их аддуктов широкое применение получила масс-спектрометрия с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией (МАЛДИ). Данный метод отличается экспрессностью и высокой производительностью, так как процедура анализа включает в себя стадию нанесения всех необходимых образцов на одну твердую подложку (мишень) с последующей регистрацией сигналов аналитов без дополнительной пробоподготовки.

Мы установили, что если на ячейку МАЛДИ-мишени, функционализированную TiO2, нанести ксенобиотик с добавкой улавливающего агента (GSH), то образующиеся в ходе проведения УФ/TiO2-ФКО реактивные метаболиты могут in situ связываться с тиольной группой пептида, и последующий МС анализ позволяет детектировать короткоживущие продукты окисления в форме аддуктов.

Исходя из этого был предложен алгоритм проведения УФ/TiO2-ФКО ИПМ на МАЛДИ-мишени (УФ/TiO2-ФКО/ММ), представленный на рисунке 4.

Для выбора оптимального времени окисления проводили поиск аддуктов после 1, 5, 10, 20 и 30 мин УФ-облучения. Полученные масс-спектры представлены на рисунке 5.

Из результатов масс-спектрометрического анализа следует, что после 5 мин облучения сигналы аддуктов GSH с метаболитами ИПМ еще не обнаруживаются. На 10 мин УФ/TiO2-ФКО были зафиксированы три сигнала, один из которых (m/z 687,12) принадлежит продукту конъюгации GSH с известным метаболитом ИПМ (M3), а другой (m/z 703,11) можно отнести к аддукту GSH с ранее не изученным продуктом метаболизма ИПМ (ПМ3). Для образцов, отобранных после 20 мин облучения, в масс-спектрах наблюдался рост интенсивности вышеуказанных сигналов.

Наиболее полную информацию об аддуктах GSH с метаболитами ИПМ предоставлял масс-спектр, соответствующий выдерживанию образцов под УФ- облучением в течение 30 мин. Помимо идентифицированных ранее продуктов конъюгации, были обнаружены сигналы со значениями m/z 669,10, 685,09, 701,09 и 705,10, соответствующие аддуктам с известными метаболитами ИПМ (M1, M2, M4, M5), а также сигнал с m/z 657,09, принадлежащий аддукту с потенциальным метаболитом ПМ1. Сведения о выявленных аддуктах представлены в таблице 1. Следует отметить, что наибольшее внимание с точки зрения опасности для организма заслуживают, с нашей точки зрения, метаболиты М3, ПМ1 и ПМ3, которые регистрируются только в виде аддуктов с GSH, причем только методом УФ/TiO2-ФКО/ММ в условиях конъюгации in situ, что свидетельствует об их высокой реакционной способности.

В отличие от методик ЭХО и УФ/TiO2-ФКО, в этом случае в масс-спектрах было обнаружено значительное количество сигналов, отнесенных к аддуктам GSH с продуктами окисления ИПМ, как показано на диаграмме (рис. 6), что позволяет сделать вывод о перспективности предложенного подхода.

В совокупности тремя методами для ИПМ было идентифицировано по 4 ранее не изученных метаболита (m/z [M-H]- 381,93; 408,00; 409,93; 429,96) и аддукта с GSH (m/z [M+H]+ 657,09; 671,10; 703,10; 753,19).

Cледует отметить, что рассмотренные в работе неферментативные методы моделирования биотрансформации ксенобиотиков (ЭХО, УФ/TiO2-ФКО) не могут выступать в качестве полноценной альтернативы классическим биологическим системам (микросомальная или S9 фракции печени, первичные гепатоциты и др.), так как каждый из методов не может полностью воспроизвести полный набор ферментативных реакций, происходящих в ходе первой фазы метаболизма. В то же время данные инструментальные подходы позволяют быстро и относительно дешево получать продукты окисления в чистом растворе без необходимости трудоемкого процесса очистки от биологической матрицы, что особенно актуально при проведении скрининговых исследований потенциальной токсичности ксенобиотика

В ходе выполнения работы было проведено исследование потенциальных метаболитов ИПМ, полученных с помощью таких неферментативных методов моделирования процессов первой фазы биотрансформации ксенобиотиков, как ЭХО и УФ/TiO2-ФКО в объеме. Моделирование второй фазы метаболизма осуществлялось путем инкубации продуктов окисления индапамида с улавливающим агентом (GSH).

По результатам ВЭЖХ-МС/МС анализа метаболитов и их конъюгатов с GSH в случае ЭХО было обнаружено 5 метаболитов и 3 аддукта с GSH, а при использовании УФ/TiO2-ФКО в объеме было обнаружено 7 метаболитов и 1 аддукт с GSH. Кроме того, была разработана новая методика in vitro выявления реактивных метаболитов ксенобиотиков, основанная на проведении УФ/TiO2-ФКО в присутствии улавливающего агента (GSH) на поверхности МАЛДИ-мишени, функционализированной диоксидом титана, с последующим МАЛДИ масс-спектрометрическим анализом продуктов окисления и их конъюгатов. Продемонстрировано, что разработанная методика выявления реактивных метаболитов ксенобиотиков в случае ИПМ превосходит общепринятые подходы как по производительности, так и по информативности, позволяя обнаруживать большее число потенциально опасных метаболитов (обнаружено 8 аддуктов с глутатионом).

1. Машковский МД. Лекарственные средства. М.: Новая Волна; 2024.2. Граник ВГ. Метаболизм экзогенных соединений. Лекарственные средства и другие ксенобиотики. М.: Вузовская книга; 2015.