Физическая нагрузка представляет собой физиологический стимул, запускающий адаптационную перестройку клеточного метаболизма, сигнальных каскадов и экспрессии генов во множестве тканей организма. Молекулярной основой этой адаптации наряду с изменением активности регуляторных белков служат эпигенетические механизмы — обратимые изменения в регуляции экспрессии генов без изменения последовательности ДНК [1][2]. Эпигенетические модификации обеспечивают связующее звено между тренировочным процессом и формирующимся фенотипом спортсмена, определяя особенности его адаптации к нагрузкам различного характера [3][4].

К основным эпигенетическим механизмам относятся метилирование ДНК, посттрансляционные модификации гистонов и регуляция экспрессии некодирующими РНК [5], которые чувствительны к воздействию внешних (физическая активность, питание, сон, стресс) и внутренних факторов [6][7]. Систематические тренировки вызывают специфические изменения эпигенетического профиля скелетных мышц, миокарда, жировой ткани и иммунных клеток, влияя на экспрессию генов митохондриального биогенеза, окислительного метаболизма, мышечной гипертрофии, противовоспалительного и антиоксидантного ответа [8][9]. Направленность и выраженность изменений зависят от вида нагрузки и ее метаболической специфики [10][11].

Индуцируемые нагрузкой эпигенетические модификации могут иметь как протективный адаптивный характер, так и быть ассоциированы с повышенным риском заболеваний, перетренированности и спортивного травматизма [12][13]. Это делает эпигенетические маркеры перспективными кандидатами на роль инструментов персонализированной спортивной медицины [14][15]. Вместе с тем сохраняются нерешенные вопросы об устойчивости приобретенных модификаций, достоверности ассоциаций с фенотипом и клинической применимости этих маркеров.

Цель работы — систематизация и обобщение современных данных о влиянии физических нагрузок на эпигенетические модификации генома, анализ их вклада в процессы адаптации, восстановления и формирования риска патологических состояний у спорт­сменов, оценка перспектив применения эпигенетических маркеров в спортивной медицине.

Поиск научных публикаций выполнен за период 2010–2026 гг. по базам данных PubMed, Scopus, eLIBRARY по ключевым словам на русском языке: «эпигенетические модификации, вызванные физическими упражнениями», «эпигенетическая регуляция физической работоспособности», «эпигенетическая адаптация к физическим упражнениям», «метилирование ДНК и физические упражнения», «микроРНК и спортивная подготовка», «модификации гистонов и физическая активность», «эпигенетические биомаркеры в спорте», «экзеркины», «внеклеточные везикулы при физических упражнениях», «эпигенетические часы и спорт­смены», «биологический паспорт спортсмена miRNA», «эпигенетический допинг», «нутриэпигенетика», а также по аналогичным запросам на английском языке. Преимущественно анализировали оригинальные экспериментальные работы, клинические исследования и систематические обзоры. Из отбора исключали публикации без доступа к полнотекстовым версиям. Номенклатура генов приведена в соответствии с рекомендациями HUGO1. Для идентификации микроРНК использовали центральную онлайн-базу данных по номенклатуре микроРНК (miRBase)2. Подробный глоссарий ключевых генов и микроРНК с идентификаторами опубликован на сайте журнала3.

В последние полтора десятилетия произошли значительные изменения в понимании того, как физические упражнения влияют на эпигенетические модификации генома. Первые работы были сосредоточены на выявлении изменений метилирования ДНК и модификаций гистонов в скелетных мышцах. С развитием молекулярных и биоинформатических методов стали применяться интегративные мультиомные подходы, что позволило глубже понять взаимосвязи между эпигенетическими маркерами и экспрессией генов, влияющих на метаболическое здоровье и темпы старения [16][17]. Современные исследования охватывают более широкий спектр тканей (скелетные мышцы, миокард, жировую ткань, лейкоциты, слюну, сперматозоиды) и разнообразные группы испытуемых [18].

К основным эпигенетическим изменениям относятся метилирование ДНК, модификации гистонов и регуляция экспрессии генов за счет некодирующих РНК [11]. Эпигенетические модификации являются молекулярным «мостом» между генотипом и фенотипом [19]. Снижение метилирования промоторных областей генов, ассоциированных с биогенезом митохондрий (PPARGC1A, PDK4, PPARD), приводит к усилению их экспрессии и росту аэробной выносливости [20][21]. Степень и длительность эпигеномных изменений варьируют от кратковременных (минуты — часы) до долгосрочных, обеспечивая «эпигенетическую память» и стойкую адаптацию [22]. В таблице 1 и на рисунке 1 систематизированы три основных типа модификаций, их молекулярная сущность и ключевые физиологические эффекты.

Метилирование ДНК — наиболее изученный эпигенетический механизм [23][24]. В работе R. Barrès и соавт. было показано, что общее метилирование в скелетных мышцах снижалось после интенсивной нагрузки, что сопровождалось дозозависимым повышением экспрессии PPARGC1A, PDK4 и PPARD и выраженным гипометилированием их промоторов. Аналогичный эффект продемонстрирован в камбаловидной мышце мыши через 45 мин после сокращения ex vivo [25]. В исследовании R.A. Seaborne и соавт. установлено, что у здоровых мужчин гены GRIK2, TRAF1, BICC1 и STAG1 гипометилировались после однократной силовой нагрузки и сохраняли это состояние в течение 22 недель [26]. В метаанализе P. Etayo-Urtasun и соавт. также подтверждено, что как аэробные, так и силовые тренировки статистически значимо модулируют профиль метилирования в скелетных мышцах и крови здоровых взрослых, причем эффект зависит от типа и длительности тренировок [23].

Гистоны — основные белковые компоненты хроматина. Они включают пять классов (H1, H2A, H2B, H3, H4), каждый с несколькими подтипами [27]. Ключевым метаболическим регулятором ацетилирования является ацетил-КоА: ацетилирование «расслабляет» хроматин (эухроматин), деацетилирование (HDAC) «уплотняет» его (гетерохроматин) [28]. Физическая нагрузка интенсифицирует окисление жирных кислот и углеводов, увеличивая концентрацию ацетил-КоА [29], что создает субстратную основу для гиперацетилирования. В работе M. Chen и соавт. показано, что индуцированное трихостатином А гиперацетилирование миобластов усиливает их слияние и секрецию внеклеточных везикул с miR-873-3p, стимулирующих остеогенную дифференцировку мезенхимальных стволовых клеток [30].

Фосфорилирование Ser-31 гистона H3.3 также регулирует ответ мышц на нагрузку. S. Maruyama и F. Kawano продемонстрировали, что уровень H3.3-Ser-31ph снижен в мышцах старых мышей; введение мутантного H3.3 с заменой серина на глутаминовую кислоту (H3.3S31E) восстанавливало транскрипционный ответ на нагрузку [31]. D. Zhang и соавт. впервые установили, что лактат служит субстратом для лактилирования гистонов — новой посттрансляционной модификации, модулирующей экспрессию генов репарации тканей и воспаления [32]. В контексте физической нагрузки рост уровня лактата может вносить вклад в эпигенетическую регуляцию как через ацетилирование, так и через лактилирование [33].

МикроРНК (18–24 нт) регулируют экспрессию генов посттранскрипционно, связываясь с матричной РНК [34]. Физическая нагрузка изменяет экспрессию спе­цифичных для мышц микроРНК («миомиРНК» — miR-1, miR-133a, miR-133b, miR-206). Силовая тренировка снижает уровни miR-1 и miR-133, подавляющих мышечный рост, что способствует гипертрофии [34].

В спортивной медицине характер изменения miR-1 в ответ на аэробную нагрузку остается одним из наиболее спорных вопросов. S. Nielsen и соавт. обнаружили, что у нетренированных мужчин разовое аэробное упражнение увеличивает экспрессию miR-1 (p < 0,05), однако спустя 12 недель тренировок базальный уровень miR-1 падает и острая нагрузка уже не вызывает его подъема [35]. A.P. Russell и соавт. в аналогичном исследовании продемонстрировали, что miR-1 повышается как после острой аэробной нагрузки, так и спустя 10 дней тренировок (p < 0,05) [36]. A. Grieb и соавт. не выявили значимого изменения miR-1 в скелетной мышце после однократной субмаксимальной нагрузки на выносливость у женщин [34]. Совсем иной характер изменений отмечен у циркулирующих микроРНК: в плазме miR-1 повышается через 3 ч после упражнения [37], а после полумарафона уровни циркулирующих miR-1, miR-133a и miR-206 существенно возрастают [38]. Различия между тканевым и циркулирующим пулом miR-1, по-видимому, отражают разные биологические процессы.

Расхождения в исследованиях можно свести к нескольким методологическим факторам:

Таким образом, для создания валидных эпигенетических биомаркеров в спортивной медицине необходима стандартизация протоколов согласно принципам, развиваемым Международным обществом по изучению внеклеточных везикул (ISEV), – «Минимальная информация для исследований внеклеточных везикул (версия 2023 г.)» (MISEV2023) [43], и аналогичным инициативам для микроРНК.

Помимо miR-1, в регуляции адаптации участвуют miR-133a (задействована в регуляции гипертрофии и защите миокарда) [44], miR-21 (улучшение липидного обмена через PDCD4) [45–48], miR-29b (адаптация к аэробной нагрузке), а также ключевые для сигнальной регуляции miR-486 (PI3K/AKT через PTEN) и miR-206 (отвечающая за регенерацию мышц) [15]. Современные работы все больше внимания уделяют взаимодействию микроРНК с длинными некодирующими РНК (lncRNA) и кольцевыми РНК (circRNA) в сердце: оси miR-lncRNA и miR-circRNA опосредуют кардиопротективный эффект физической активности, при этом кольцевая РНК необходима для индуцируемой нагрузкой гипертрофии миокарда [49].

Физическая нагрузка влияет на экспрессию генов, задействованных в ключевых сигнальных каскадах: AMPK, PGC-1α (белковый продукт PPARGC1A), MAPK, инсулиновом и IGF-1/Akt путях, NF-κB, антиоксидантном ответе NFE2L2 (NRF2) [50]. Ниже кратко представлены изменения в каждом из перечисленных сигнальных путей.

AMP-активируемая протеинкиназа — ключевой энергетический сенсор. При нагрузке AMPK стимулирует утилизацию глюкозы, окисление жирных кислот и биогенез митохондрий [51]. AMPK фосфорилирует гистон H2B, HDAC4 и HDAC5, что, в свою очередь, приводит к дефосфорилированию репрессора MEF2A и активирует промотор GLUT4 (SLC2A4), усиливая захват глюкозы мышцей [51][52].

Коактиватор PGC-1α — главный регулятор митохондриального биогенеза. У мышей в возрасте 18 мес. низкий уровень PGC-1α коррелирует с гиперметилированием промотора PPARGC1A; тренировки способствуют его гипометилированию и увеличению экспрессии, причем разные режимы нагрузки сопоставимы по эффективности [53].

Митоген-активируемые протеинкиназы фосфорилируют гистон H3, изменяя доступность генов для транскрипции. Совместная активация AMPK, MAPK и PGC-1α после высокоинтенсивных нагрузок усиливает биогенез митохондрий и окислительный метаболизм [54].

Инсулиновый путь и IGF-1/Akt связаны с мышечной гипертрофией [55][56]. Тренировки у пожилых людей снижают метилирование IGF1 и улучшают чувствительность к инсулину [57]; при этом физическая активность модулирует метилирование негативных регуляторов пути, в том числе PTEN [58]. При этом miR-486 через PTEN прямо регулирует этот каскад [15].

Регулярная физическая активность ассоциирована с изменением иммунного ответа в сторону противовоспалительного профиля и может модулировать экспрессию генов воспалительного ответа через эпигенетические механизмы, включая изменения метилирования ДНК, модификации гистонов и регуляцию микроРНК [59][60]. Цитокиновый ответ на нагрузку при этом зависит от интенсивности, длительности, тренированности и времени забора образцов [61]. Умеренный оксидативный стресс активирует NFE2L2 (NRF2) — главный регулятор антиоксидантного ответа, что сопровождается деметилированием промоторов ферментов детоксикации активных форм кислорода [62].

Эпигенетический ответ на физическую нагрузку неодинаков в разных тканях и клетках [9]. В скелетной мышце изменения метилирования и модификаций гистонов наиболее выражены и затрагивают гены митохондриального биогенеза, регуляции калиевых каналов, сократимости. В миокарде нагрузка активирует специфические паттерны miR-1, miR-133, miR-29a, miR-126 и опосредованные ими оси длинных некодирующих и циркулярных РНК (lncRNA-/circRNA-оси), обеспечивающих кардиопротекцию [49]. В жировой ткани после полугода аэробных тренировок у малоподвижных взрослых изменяется уровень метилирования генов, связанных с обменом глюкозы и риском диабета 2-го типа [63]. В лейкоцитах периферической крови четырехнедельная спринтерская интервальная тренировка вызывает деметилирование генов, связанных с сердечно-сосудистой системой, у 12 здоровых мужчин [64]. Метилом лейкоцитов удобен для мониторинга состояния спортсменов, однако его связь с мышечным метиломом слабая и не позволяет использовать кровь в качестве аналогичного источника эпигеномных данных. В слюне возможен анализ эпигенетических часов (DNAmGrimAge2, DNAmFitAge) [14], а в сперматозоидах физическая нагрузка также изменяет профиль метилирования и микроРНК, что открывает область для изучения возможных трансгенерационных эффектов [65].

Длительные тренировки на выносливость формируют паттерн метилирования ДНК в скелетных мышцах атлетов, отличный от спортсменов силовых видов спорта и неспортсменов [3][4]. У «выносливых» атлетов отмечается более низкий уровень метилирования промоторов генов медленных мышечных волокон при одновременно повышенном метилировании регуляторных генов (FOXO3, CREB5, PPARGC1A) [3]. Даже внутри одного типа нагрузки разные ее режимы вызывают разные эпигенетические изменения: при сравнении спринта с поворотами и «по прямой» M.F. Maasar и соавт. обнаружили более выраженное деметилирование генов MAPK/AMPK-каскадов, VEGFA и инсулинового пути при беге с поворотами [66]. В исследовании случай-контроль R.F. D’Souza и соавт. показано, что профили microRNA позволяют отличить пауэрлифтеров от людей, не занимающихся спортом, на основе пяти микроРНК (miR-126, miR-23b, miR-16, miR-23a, miR-15a) [67]. Комбинированные программы (аэробные + силовые) также вызывают специфические эпигенетические изменения: так, у пожилых женщин с ожирением 14-недельная программа снижает метилирование генов липогенеза и улучшает метаболические показатели [68].

Эпигенетические изменения после нагрузки имеют различную интенсивность и длительность. После интенсивной нагрузки промоторы PPARGC1A, PDK4 и PPARD гипометилированы, с повышением уровня мРНК, однако через 3 ч наблюдается реметилирование — пример динамического эпигенетического ответа [25]. В работе R.A. Seaborne и соавт. с использованием полногеномного анализа метилирования (850 000 CpG-сайтов) показано, что повторный нагрузочный стимул индуцирует более выраженное гипометилирование генома (18 816 CpG-сайтов) по сравнению с первоначальной нагрузкой (9153 CpG-сайта). Когорта генов (AXIN1, GRIK2, CAMK4, TRAF1) демонстрировала сохранение гипометилированного статуса даже в условиях разгрузки с возвращением мышечной массы к исходному уровню. Другие гены (UBR5, RPL35A, HEG1, PLAAT3 (ранее известный как PLA2G16), SETD3) также гипометилировались, но максимальные показатели и наибольший прирост мышечной массы регистрировали именно при повторной нагрузке – «эпигенетический отпечаток». Гены GRIK2, TRAF1, BICC1 и STAG1 гипометилировались уже после однократной силовой нагрузки и сохраняли это состояние в течение 22 недель [26].

Большинство исследований эпигенетических эффектов нагрузки выполнены на мужчинах, что существенно ограничивает их экстраполяцию на женщин. Прямое сравнение мужчин и женщин выявляет различия: у элитных футболистов-мужчин показано более высокое ускорение эпигенетического старения по сравнению с женщинами [12]. В работе A. Grieb и соавт. профиль ответа миомиРНК на острую нагрузку у женщин отличался от ранее описанных паттернов у мужчин [34]. Следует учитывать и влияние фазы менструального цикла, применения гормональной контрацепции и менопаузального статуса на транскрипционный и эпигенетический ответ, однако систематические исследования по этим вопросам у спортсменок крайне немногочисленны [69].

Пластичность эпигенома максимальна у детей и подростков. У пожилых людей после 14 недель смешанных тренировок отмечается снижение метилирования генов липогенеза и улучшение метаболических показателей [68]; 8 недель тренировок у малоподвижных женщин снижают эпигенетический возраст в среднем на 2 года [57]. T. Kawamura и соавт. подчеркивают, что ответ на тренировочный стимул наиболее выражен у лиц с исходно высоким ускорением биологического возраста [65]. Более того, эпигенетические изменения значимо проявляются у «ветеранов спорта», чей многолетний тренировочный опыт формирует специфический эпигенетический «отпечаток». Олимпийские чемпионы демонстрируют более медленное эпигенетическое старение по сравнению с неспортсменами [65].

Паттерны метилирования ДНК и экспрессии микроРНК могут различаться между этническими группами вследствие как генетических факторов (однонуклеотидные полиморфизмы в регуляторных областях), так и особенностей средовой экспозиции. Это означает, что референсные диапазоны эпигенетических биомаркеров, разработанные преимущественно на европейских или азиатских когортах, могут быть неприменимы к другим популяциям — важная методологическая оговорка при попытках внедрения эпигенетической диагностики в международный спорт.

Концепция экзеркинов (extracellular vesicles, EVs) рассматривает скелетную мышцу как эндокринный орган, секретирующий при сокращении пептиды, метаболиты и РНК, в том числе упакованные во внеклеточные везикулы (экзосомы размером 30–150 нм и микровезикулы). EVs обеспечивают межтканевую коммуникацию в ответ на нагрузку, перенося микроРНК, белки и липиды к клеткам-мишеням [65][70]. C. Frühbeis и соавт. показали, что физическая нагрузка вызывает быстрый выброс малых EVs в циркуляцию [71]. В работе M. Chen и соавт. отмечено, что ингибирование HDAC трихостатином А усиливало секрецию миоцитарных EVs, обогащенных miR-873-3p, стимулирующих остеогенную дифференцировку мезенхимальных стволовых клеток костного мозга [30]. V. Lisi и соавт. продемонстрировали, что EVs, выделенные из плазмы после аэробной нагрузки, оказывают кардиопротекторное действие через активацию антиоксидантных путей [72]. Гендерные различия также проявляются на уровне EVs. Так, C.K. Kargl и соавт. установили, что профиль циркулирующих EVs после 12 недель комбинированной тренировки у мужчин и женщин существенно различается [73]. Последние данные показали, что EVs, выделенные после тренировочной программы, могут частично имитировать эффекты физической нагрузки, ускоряя восстановление мышц после разгрузки у мышей [74]. Необходимо подчеркнуть, что связь между EV-микроРНК и тканевыми микроРНК скелетной мышцы остается слабой. В работе S. Lamon и соавт. показано, что корреляция между уровнями miR-1, miR-16, miR-23b и miR-133a/b в EVs и в мышечной ткани у мужчин и женщин отсутствовала после 60 мин езды на велоэргометре при 70% VO- ПИК [75]. Это, вероятно, подтверждает, что циркулирующие микроРНК в EVs не являются прямым «слепком» мышечной транскрипции, а отражают более сложную динамику секреции и клиренса.

Питание выступает кофактором эпигенетического ответа на тренировку. Полифенолы (ресвератрол, куркумин, кверцетин, эпигаллокатехин-3-галлат) модулируют активность эпигенетических ферментов: ресвератрол активирует SIRT1 (класс III HDAC, NAD-зависимый), что усиливает подавление NF-κB-воспаления, аутофагию и выносливость; куркумин и кверцетин влияют на гистонацетилтрансферазы и HDAC, улучшая редокс-баланс и снижая воспаление [22]. Метил-доноры — фолаты, витамин B12, бетаин, холин, метионин — обеспечивают пул S-аденозилметионина для реакций метилирования ДНК и гистонов. При их дефиците эпигенетические ответы на нагрузку могут быть нарушены. Омега-3 полиненасыщенные жирные кислоты изменяют воспалительно-ассоциированные профили метилирования. Они могут рассматриваться в качестве дополнительного регулятора эпигенетического ответа на тренировку: одна и та же нагрузка в разных нутритивных условиях вызывает разные эпигенетические эффекты.

На сегодняшний день можно выделить четыре ключевых направления применения эпигенетических маркеров: мониторинг восстановления и оценку биологического возраста атлета, прогнозирование риска спортивного травматизма, диагностику перетренированности, персонализацию тренировочного процесса (рис. 2).

Биомаркерами биологического возраста на основе метилирования ДНК являются DNAmGrimAge2, DNAmFitAge, PhenoAge и DunedinPACE — так называемые эпигенетические часы.

В исследовании R.T. Brooke и соавт. у профессиональных футболистов (n ≤ 19) при сравнении образцов, взятых до и после матча, были выявлены значительные изменения паттернов метилирования ДНК. Эти изменения сопровождались выраженным снижением показателей биологического возраста, оцениваемых с помощью эпигенетических часов. Так, расчетный возраст по часам DNAmGrimAge2 уменьшился на 32% (β = –7,07; p < 0,001), расчетный возраст по DNAmFitAge — на 18% (β = –4,76; p < 0,001). При этом после периода отдыха показатели возвращались к исходному уровню. Наиболее выраженный эффект наблюдался у полузащитников. Авторы также указали на возможную связь паттернов метилирования с частотой травм [14].

В исследовании R. Fernández Pérez и соавт. у 74 элитных футболистов обоих полов отмечено, что общее ускорение эпигенетического старения не отражает риск травм напрямую, однако отдельные дифференциально метилированные CpG-сайты могут служить предикторами индивидуальной предрасположенности [12]. H. Ding и соавт., A. Marrouh и соавт. подчеркивают перспективу интеграции полигенных показателей риска с экспрессией чувствительных к нагрузке микроРНК (miR-206, miR-133a, miR-486) как основы для прецизионной спортивной медицины [15][21].

Анализ миомиРНК (miR-1, miR-133a/b, miR-206) в сочетании с паттернами метилирования метаболических генов рассматривается как перспективная панель биомаркеров тренированности [17][76]. Объединение этих маркеров с циркулирующими белками (креатинкиназа, цитокины) может повысить чувствительность ранней детекции дезадаптации, однако клинически валидированных панелей в настоящее время не существует.

Концепция индивидуальной «эпигенетической памяти» и различной эпигенетической чувствительности к нагрузке позволяет потенциально формировать тренировочные программы с учетом эпигенетического профиля. Практическая реализация требует стандартизации протоколов эпигенетического анализа и разработки нормативной базы.

В области эпигенетики и антидопингового контроля борьба с допингом все чаще опирается на косвенные методы детекции, основанные на долгосрочном мониторинге биомаркеров. Эта концепция реализована Всемирным антидопинговым агентством (ВАДА) в виде биологического паспорта спортсмена. Гематологический модуль паспорта действует с 2008 г., стероидный — с 2014 г. Оба используют байесовскую адаптивную модель для оценки индивидуального отклонения от нормы [77]. Однако короткие окна детекции и появление новых фармакологических субстанций делают прямые методы все менее эффективными — это создает предпосылки для расширения биологического паспорта за счет эпигенетических и РНК-маркеров.

V. Nicoli соавт. предложили использование циркулирующих микроРНК в качестве биомаркеров применения анаболических андрогенных стероидов (ААС) [78]. При потреблении ААС возникает органное повреждение (сердца, печени, почек), сопровождаемое повышением уровня тканеспецифичных микроРНК в крови. Так, описано увеличение экспрессии miR-21 и miR-205 в почках у потребителей ААС, miR-146a после введения нандролона крысам, а также изменения miR-132 и miR-144 в ЦНС [78]. Важное преимущество микроРНК как биомаркеров — их высокая стабильность при комнатной температуре и циклах замораживания/оттаивания, что упрощает логистику биобанкирования.

J. Durussel с соавт. выявили в периферической крови транскриптомную сигнатуру, характерную для применения рекомбинантного человеческого эритропоэтина. Этот след сохраняется даже после прекращения приема — в том числе в тех«окнах детекции», которые недоступны для прямых методов [79]. Данный факт принципиально важен ввиду того, что эпигенетические и экспрессионные изменения могут указывать на употребление запрещенных препаратов, даже когда само вещество уже не определяется. Концепция «эпигенетического наследия» допинга — долговременного сохранения изменений метилирования ДНК и микроРНК после отмены — активно исследуется. Учитывая существование «эпигенетической памяти» скелетной мышцы [26], правомерно спросить: могут ли паттерны метилирования, приобретенные при приеме анаболических андрогенных стероидов, сохраняться годами и давать атлету долгосрочное преимущество даже после официального прекращения их использования?

В 2021 г. ВАДА одобрила первый тест на генный допинг, а сегодня разрабатываются методы детекции экзогенной ДНК на фоне геномной ДНК атлета [80]. Эпигенетические маркеры здесь выступают как дополнение: введение трансгенов может оставлять характерные эпигенетические следы в экспрессии целевых генов.

При интерпретации приведенных данных и выводов необходимо учитывать ряд существенных ограничений:

Физическая нагрузка является одним из наиболее мощных средовых факторов, изменяющих эпигеном. Последний, в отличие от генома, обладает высокой пластичностью и выступает связующим звеном между тренировочным процессом, наследственными особенностями и формирующимся фенотипом спортсмена. Физические нагрузки закономерно индуцируют обратимые изменения во всех трех основных звеньях эпигенома: метилировании ДНК, модификациях гистонов (ацетилирование, фосфорилирование H3.3-Ser-31, лактилирование) и экспрессии микроРНК, а также в lncRNA- и circRNA-опосредованной регуляции. Эти механизмы позволяют избирательно изменять активность генов и сигнальных путей: AMPK, PGC-1α, MAPK, IGF-1/Akt, NF-κB, NFE2L2. Эпигенетический ответ тканеспецифичен, зависит от типа и характера нагрузки, а также от пола, возраста и этнической принадлежности атлета.

Недостаточно изученными остаются долгосрочная стабильность модификаций, каузальные связи между конкретными эпигенетическими изменениями и фенотипическими исходами, а также эпигенетическая память в ответ на фармакологические воздействия. Преодоление этих ограничений требует проспективных мультицентровых исследований на больших этнически разнородных когортах с применением мультиомных подходов.

Дополнительная информация. На сайте журнала «Экстремальная биомедицина» размещен глоссарий ключевых генов и микроРНК.

https://doi.org/10.47183/mes.2026-467-annex

Вклад авторов. Все авторы подтверждают соответствие своего авторства критериям ICMJE. А.И. Кадыкова — определение концепции, визуализация; Е.Д. Копылов — пересмотр и редактирование рукописи; Н.С. Гладышев — написание черновика рукописи; Р.В. Деев — руководство исследованием; А.В. Жолинский — администрирование проекта.

1. Gene Nomenclature Committee. HGNC. www.genenames.org 2. Центральная онлайн-база данных по номенклатуре микроРНК (miRBase). www.mirbase.org 3. https://doi.org/10.47183/mes.2026-467-annex