In vitro оценка иммуногенности хондроцитов, полученных из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток с нокаутом B2M

В настоящее время клеточные технологии являются одним из инструментов по восстановлению хрящевой ткани. Создание универсального гипоиммуногенного трансплантата хрящевой ткани из дифференцированных производных индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) могло бы решить проблему нехватки хрящевого клеточного продукта. Однако на сегодняшний день мало данных об иммуногенности таких тканеинженерных препаратов. Целью работы было создать хрящевой имплант из дифференцированных производных ИПСК, дефицитных по B2M, и оценить его иммуногенность. С помощью ранее разработанного протокола дифференцировали ИПСК как дикого типа, так и с нокаутом B2M в хондроцитарные производные. После проверки качества полученных линий методом полимеразной цепной реакции и иммуноцитохимическим исследованием кокультивировали полученные линии с мононуклеарными клетками периферической крови здорового донора. По окончании кокультивации методом проточной цитометрии оценивали активацию и дегрануляцию CD8⁺-Т-лимфоцитов по экспрессии CD69 и CD107a на поверхности клеток соответственно. Хондроцитарные производные ИПСК экспрессировали маркеры хрящевой ткани. Цитометрический анализ не выявил существенных различий между иммуногенностью хондроцитарных производных ИПСК с нокаутом и без нокаута B2M, а также клетками хрящевой ткани здорового донора. Иммуногенность хондроцитарных производных была выше, чем у гипоиммуногенных нередактированных ИПСК. Нокаутированные по B2M ИПСК демонстрировали тенденцию к большей активации CD8⁺-Т-лимфоцитов. Таким образом, нокаут B2M в хондроцитарных производных ИПСК не оказал существенного влияния на иммуногенность ткани. Необходимо дополнительное редактирование генов, кодирующих MHC II и CD47, для получения менее иммуногенного продукта.

1. Кабалык М. А. Распространенность остеоартрита в России: региональные аспекты динамики статистических показателей за 2011–2016 гг. Научно-практическая ревматология. 2018; 56 (4): 416–22. Доступно по ссылке: https://doi.org/10.14412/1995-4484-2018-416-422.

2. Medvedeva EV, Grebenik EA, Gornostaeva SN, et al. Repair of damaged articular cartilage: current approaches and future directions. Int J Mol Sci. 2018; 19 (8). DOI: 10.3390/ijms19082366.

3. Pintan GF, de Oliveira ASJ, Lenza M, Antonioli E, Ferretti M. Update on biological therapies for knee injuries: osteoarthritis. Curr Rev Musculoskelet Med. 2014; 7 (3): 263–9. DOI: 10.1007/s12178-014-9229-8.

4. Martinčič D, Leban J, Filardo G, et al. Autologous chondrocytes versus filtered bone marrow mesenchymal stem/stromal cells for knee cartilage repair-a prospective study. Int Orthop. 2021; 45 (4): 931–9. DOI: 10.1007/s00264-020-04727-2.

5. Leigheb M, Bosetti M, De Consoli A, Borrone A, Cannas M, Grassi F. Chondral tissue engineering of the reumatoid knee with collagen matrix autologous chondrocytes implant. Acta Biomed. 2017; 88 (4S): 107–13. DOI: 10.23750/abm.v88i4-S.6801.

6. Davies RL, Kuiper NJ. Regenerative medicine: a review of the evolution of autologous chondrocyte implantation (ACI) therapy. Bioeng (Basel, Switzerland). 2019; 6 (1). DOI: 10.3390/bioengineering6010022.

7. Vonk LA, de Windt TS, Kragten AHM, et al. Enhanced cell-induced articular cartilage regeneration by chondrons; the influence of joint damage and harvest site. Osteoarthr Cartil. 2014; 22 (11): 1910–7. DOI: 10.1016/j.joca.2014.08.005.

8. Khan NM, Diaz-Hernandez ME, Chihab S, et al. Differential chondrogenic differentiation between iPSC derived from healthy and OA cartilage is associated with changes in epigenetic regulation and metabolic transcriptomic signatures. Elife. 2023; 12. DOI: 10.7554/eLife.83138.

9. Viñuelas R, Sanjurjo-Rodríguez C, Piñeiro-Ramil M, et al. Generation and characterization of human induced pluripotent stem cells (iPSCs) from hand osteoarthritis patient-derived fibroblasts. Sci Rep. 2020; 10. DOI: 10.1038/s41598-020-61071-6.

10. Abe K, Yamashita A, Morioka M, et al. Engraftment of allogeneic iPS cell-derived cartilage organoid in a primate model of articular cartilage defect. Nat Commun. 2023; 14 (1): 804. DOI: 10.1038/s41467-023-36408-0.

11. Deuse T, Hu X, Gravina A, et al. Hypoimmunogenic derivatives of induced pluripotent stem cells evade immune rejection in fully immunocompetent allogeneic recipients. Nat Biotechnol. 2019; 37 (3): 252–8. DOI: 10.1038/s41587-019-0016-3.

12. Trionfini P, Romano E, Varinelli M, et al. Hypoimmunogenic human pluripotent stem cells as a powerful tool for liver regenerative medicine. Int J Mol Sci. 2023; 24 (14). DOI: 10.3390/ijms241411810.

13. Okutani Y, Abe K, Yamashita A, Morioka M, Matsuda S, Tsumaki N. Generation of monkey induced pluripotent stem cell-derived cartilage lacking major histocompatibility complex class I molecules on the cell surface. Tissue Eng Part A. 2022; 28 (1–2): 94–106. DOI: 10.1089/ten.TEA.2021.0053.

14. Bogomiakova ME, Sekretova EK, Anufrieva KS, et al. iPSCderived cells lack immune tolerance to autologous NKcells due to imbalance in ligands for activating and inhibitory NK-cell receptors. Stem Cell Res Ther. 2023; 14 (1): 77. DOI: 10.1186/s13287-023-03308-5.

15. Bogomiakova ME, Sekretova EK, Eremeev AV, et al. Derivation of induced pluripotent stem cells line (RCPCMi007-A-1) with inactivation of the beta-2-microglobulin gene by CRISPR/Cas9 genome editing. Stem Cell Res. 2021; 55: 102451. Available from: https://doi.org/10.1016/j.scr.2021.102451.

16. Simms PE, Ellis TM. Utility of flow cytometric detection of CD69 expression as a rapid method for determining poly- and oligoclonal lymphocyte activation. Clin Diagn Lab Immunol. 1996; 3 (3): 301–4. DOI: 10.1128/cdli.3.3.301-304.1996.

17. Zimmerman M, Yang D, Hu X, et al. IFN-γ Upregulates survivin and Ifi202 expression to induce survival and proliferation of tumorspecific T cells. PLoS One. 2010; 5 (11): e14076. Available from: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0014076.

18. Yamasaki S, Sugita S, Horiuchi M, et al. Low Immunogenicity and immunosuppressive properties of human ESC- and iPSC-derived retinas. Stem Cell Reports. 2021; 16 (4): 851–67. Available from: https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2021.02.021.

19. Petrus-Reurer S, Winblad N, Kumar P, et al. Generation of retinal pigment epithelial cells derived from human embryonic stem cells lacking human leukocyte antigen class I and II. Stem cell reports. 2020; 14 (4): 648–62. DOI: 10.1016/j.stemcr.2020.02.006.

20. Pereira RC, Martinelli D, Cancedda R, Gentili C, Poggi A. Human articular chondrocytes regulate immune response by affecting directly T cell proliferation and indirectly inhibiting monocyte differentiation to professional antigenpresenting cells. Front Immunol. 2016; 7. Available from: https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fimmu.2016.00415.

21. Osiecka-Iwan A, Hyc A, Radomska-Lesniewska DM, Rymarczyk A, Skopinski P. Antigenic and immunogenic properties of chondrocytes. Implications for chondrocyte therapeutic transplantation and pathogenesis of inflammatory and degenerative joint diseases. Cent J Immunol. 2018; 43 (2): 209–19. DOI: 10.5114/ceji.2018.77392.

22. Tsai HH, Kao HJ, Kuo MW, et al. Whole genomic analysis reveals atypical non-homologous off-target large structural variants induced by CRISPR-Cas9-mediated genome editing. Nat Commun. 2023; 14 (1): 5183. DOI: 10.1038/s41467-023-40901-x.

23. Ramezankhani R, Torabi S, Minaei N, et al. Two decades of global progress in authorized advanced therapy medicinal products: an emerging revolution in therapeutic strategies. Front cell Dev Biol. 2020; 8: 547653. DOI: 10.3389/fcell.2020.547653.

24. Kim J, Park J, Song SY, Kim E. Advanced therapy medicinal products for autologous chondrocytes and comparison of regulatory systems in target countries. Regen Ther. 2022; 20: 126–37. DOI: 10.1016/j.reth.2022.04.004.

25. Colombini A, Libonati F, Lopa S, Peretti GM, Moretti M, de Girolamo L. Autologous chondrocyte implantation provides good long-term clinical results in the treatment of knee osteoarthritis: a systematic review. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 2023; 31 (6): 2338–48. DOI: 10.1007/s00167-022-07030-2.

26. Tsumaki N, Okada M, Yamashita A. iPS cell technologies and cartilage regeneration. Bone. 2015; 70: 48–54. DOI: 10.1016/j.bone.2014.07.011.

27. Kimura T, Yamashita A, Ozono K, Tsumaki N. Limited Immunogenicity of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cartilages. Tissue Eng Part A. 2016; 22 (23-24): 1367–75. DOI: 10.1089/ten.tea.2016.0189.

28. Aigner T, Gebhard PM, Schmid E, Bau B, Harley V, Pöschl E. SOX9 expression does not correlate with type II collagen expression in adult articular chondrocytes. Matrix Biol. 2003; 22 (4): 363–72. DOI: 10.1016/s0945-053x(03)00049-0.

29. Lee J, Smeriglio P, Chu CR, Bhutani N. Human iPSC-derived chondrocytes mimic juvenile chondrocyte function for the dual advantage of increased proliferation and resistance to IL1β. Stem Cell Res Ther. 2017; 8 (1): 244. DOI: 10.1186/s13287-017-0696-x.

30. Oladipo OO, Adedeji BO, Adedokun SP, Gbadamosi JA, Salaudeen M. Regulation of effector and memory CD8+T cell differentiation: a focus on orphan nuclear receptor NR4A family, transcription factor, and metabolism. Immunol Res. 2023; 71 (3): 314–27. DOI: 10.1007/s12026-022-09353-1.

31. Henrickson SE, von Andrian UH. Single-cell dynamics of T-cell priming. Curr Opin Immunol. 2007; 19 (3): 249–58. DOI: 10.1016/j.coi.2007.04.013.

32. Lerner EC, Woroniecka KI, D’Anniballe VM, et al. CD8+ T cells maintain killing of MHC- I-negative tumor cells through the NKG2D–NKG2DL axis. Nat Cancer. 2023; 4 (9): 1258–72. DOI: 10.1038/s43018-023-00600-4.